ANEXO

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1) MÉTODOS


Cultivos duales

a) Con sacabocado, sacar trozitos de micelio del hongo en estudio y colocarlo en el centro de una placa de PDA (ó el que corresponda según el trabajo), a dos centímetros aproximadamente estriar una línea del antagonista. Incubar a 25º C.
b) Sembrar control en el centro de la placa de PDA (ó el medio que corresponda según el trabajo)

Ensayo de inhibición de la infección de hojas de repollo

Desinfectar superficialmente nervaduras de hoja de repollo por inmersión en solución de hipoclorito al 1% durante 1 minuto. Enjuagar con agua estéril. Secar en papel de filtro estéril. Colocar las nervaduras sobre arena estéril en placa de Petri. En el centro de la placa y equidistante de las nervaduras, colocar un disco de medio de cultivo con micelio del patógeno en crecimiento. Sobre el mismo disco colocar un disco de medio con el antagonista. Incubar a 25ºC.

2) COMPOSICIÓN DE LOS MEDIOS DE CULTIVOS

Medio R2A

Extracto de levadura ------------ 0,5 g
Proteosa peptona Nº 3 -----------0,5 g
Casamino ácidos ---------------- 0,5 g
Glucosa -------------------------- 0,5 g
Almidón soluble ---------------- 0,5 g
K2HPO4 -------------------------- 0,3 g
Piruvato de sodio --------------- 0,3 g
MgSO4. 7H2O ------------------- 0,05 g
Agar ------------------------------ 15,0 g
Agua destilada ------------------ 1000 mL

Ajustar el pH a 7,2 con K2HPO4 ó KH2PO4 sólidos antes de agregar el agar

Medio TSA (Tryptic Soy Agar)


Digerido pancreático de caseína -------------- 17 g
Peptona de soja ---------------------------------- 3 g
Bacto-Dextrosa ---------------------------------- 2,5 g
NaCl ---------------------------------------------- 5 g
K2HPO4 ------------------------------------------ 2,5 g
Agar ---------------------------------------------- 15 g
Agua destilada ---------------------------------- 1000 mL

Ajustar el pH a 7,3

Medio PDA (Potato Dextrose Agar)

Extracto de papa ----------------- 4,0 g
Glucosa --------------------------- 20,0 g
Agar ------------------------------- 15,0 g
Agua destilada ------------------- 1000 mL

Ajustar pH a 5,6 +- 0,2

Medio para producción de sideróforos

Sacarosa ------------------------ 25,0 g
(NH4)SO4 ---------------------- 4,0 g
K2HPO4 ------------------------ 3,0 g
Ácido cítrico ------------------ 1,0 g
MgSO4 ------------------------- 0,08 g
ZnSO4 -------------------------- 0,02 g
Agar ---------------------------- 15,0 g
Agua destilada -----------------1000 mL


CAS (Chrome Azurol S)

Disolver 60.5mg de CAS en agua y mezclar con 10 ml de solución A (1mM de cloruro férrico ,10mM HCl). Bajo agitación agregar lentamente 72.9 mg HDTMA disuelto en 40 ml de agua. Autoclavar la solución azul resultante.
Por otro lado autoclavar una mezcla de 750 ml de agua, 100ml de sales MM9(X10), 15 g de agar, 30.24 g de Pipes (6.8). Luego de enfriar agregar 30 ml de solución de Casamino Acids al 10% y la fuente de carbono elegida ( ej. 10 ml de solución de glucosa al 20%) como soluciones estériles. Agregar a solución azul obtenida anteriormente, por las paredes con suficiente agitación para lograr la mezcla pero no formar espuma.

Medio quitina coloidal

YNB (Yeast Nitrogen Base, DIFCO) + Quitina coloidal (1 %) + Agar (1,5 %)

Preparación de quitina coloidal
A 10 g de quitina en escamas (Sigma), se agregan 175 mL de HCl 10 N, se deja toda la noche a 4ºC y luego por lo menos 4 horas a temperatura ambiente. La solución obtenida se filtra por medio de un embudo con fibra de vidrio tupida en un matraz que contiene 1L de etanol absoluto a -20ºC en agitación, para formar flóculos de quitina coloidal, que se dejan decantar toda la noche a 4ºC. Luego se centrifugan por 10 mín a 5000 g, lavando varias veces con agua destilada y por último, con buffer fosfato 70 mM, pH 6,0 a la concentración de 10 mg de peso seco / ml. Conservar a 4ºC.

Agar Jugo de Manzana

Jugo de manzana (importante ajustar el pH a 6,0 para que el agar solidifique)------ 1000 mL
Agar ----------------- 15 g